دوره 29، شماره 158: هفته دوم آذر ماه 1390:1598-1605

مطالعه‌ی اثر Brain heart infusion broth به عنوان مکمل رشد بر روی انگل لیشمانیا ماژور

سپیده طلوعی, سید جواد ‌هاشمی‌نیا, افسانه کاووسی, فرشته آل صاحب فصول, منیژه نریمانی, سید حسین حجازی

چکیده


مقدمه: استفاده از محیط‌های کشت انگل لیشمانیا (Leishmania) در زمینه‌های بررسی بیولوژی و متابولیسم انگل، عفونت‌زایی، خواص آنتی‌ژنیک استیگوت‌ها و تشخیص آزمایشگاهی الزامی می‌باشد. در بررسی حاضر، تأثیر غلظت‌های مختلف عصاره‌ی قلب و مغز (Brain heart infusion broth یا BHIB) بر رشد پروماستیگوت‌های L.major و امکان جایگزینی FCS با آن در محیط‌های تک فازی به عنوان یک مکمل مناسب و تقویت کننده‌ی کشت انبوه پروماستیگوت‌های L.major در محیط دو فازی مورد بررسی قرار گرفت.

روش‌ها: در این مطالعه از محیط کشت سلول 1640 RPMI به عنوان محیط تک فازی و آگاره و آگار خون‌دار به عنوان محیط دو فازی با غلظت‌های مختلف BHIB در کنار محیط‌های شاهد 1640 RPMI حاوی FCS 10 درصد و نرمال سالین به عنوان فاز مایع در محیط‌های دو فازی جهت کشت پروماستیگوت‌های انگل استفاده شد. شمارش پروماستیگوت‌ها در فواصل زمانی معین انجام شد و میانگین تعداد پروماستیگوت‌های تکثیر شده در هر محیط محاسبه و با محیط شاهد مقایسه گردید.

یافته‌ها: میانگین تعداد پروماستیگوت‌های انگل در محیط 1640RPMI  همراه با BHIB 10 درصد 106 × 7/22 در هر میلی‌لیتر بود که در مقایسه با محیط شاهد (FCS 10 درصد) افزایش معنی‌داری داشت (012/0 > P). میانگین تعداد پروماستیگوت‌های L.major در محیط دو فازی آگاره و آگار خون‌دار همراه با BHIB 4 درصد به ترتیب 106 × 275 و106 × 367 در هر میلی‌لیتر بود که در مقایسه با محیط شاهد اختلاف معنی‌داری داشت (025/0 > P).

نتیجه‌گیری: نتایج نشان داد که BHIB در غلظت‌های مختلف باعث تحریک تقسیم سلولی پروماستیگوت‌های انگل شد و می‌تواند جایگزین مناسبی برای FCS در محیط مایع و مکمل مناسبی در محیط‌های دو فازی جهت کشت انبوه لیشمانیا باشد.


واژگان کلیدی


لیشمانیا؛ محیط کشت؛ عصاره‌ی قلب و مغز

تمام متن:

PDF

مراجع


Tasew G, Kebede A, Wolday D, Gadisa E, Britton S, Eidsmo L, et al. Low-cost liquid medium for in vitro cultivation of Leishmania parasites in low-income countries. Glob Health Action 2009; 2.

Desjeux P. Global control and Leishmania HIV co-infection. Clin Dermatol 1999; 17(3): 317-25.

Desjeux P. Leishmaniasis: current situation and new perspectives. Comp Immunol Microbiol Infect Dis 2004; 27(5): 305-18.

van der Meide W, Guerra J, Schoone G, Farenhorst M, Coelho L, Faber W, et al. Comparison between quantitative nucleic acid sequence-based amplification, real-time reverse transcriptase PCR, and real-time PCR for quantification of Leishmania parasites. J Clin Microbiol 2008; 46(1): 73-8.

Tavares CA, Fernandes AP, Melo MN. Molecular diagnosis of leishmaniasis. Expert Rev Mol Diagn 2003; 3(5): 657-67.

Boggild AK, Miranda-Verastegui C, Espinosa D, Arevalo J, Adaui V, Tulliano G, et al. Evaluation of a microculture method for isolation of Leishmania parasites from cutaneous lesions of patients in Peru. J Clin Microbiol 2007; 45(11): 3680-4.

Armstrong TC, Patterson JL. Cultivation of Leishmania braziliensis in an economical serum-free medium containing human urine. J Parasitol 1994; 80(6): 1030-2.

Warburg A, Gelman S, Deutsch J. Xanthine in urine stimulates growth of Leishmania promastigotes in vitro. J Med Microbiol 2008; 57(Pt 1): 136-8.

Sharief AH, Khalil EA, Omer SA, Abdalla HS. Innovative serum-free medium for in vitro cultivation of promastigote forms of Leishmania species. Parasitol Int 2008; 57(2): 138-42.

Rodrigues IA, da Silva BA, dos Santos AL, Vermelho AB, Alviano CS, Dutra PM, et al. A new experimental culture medium for cultivation of Leishmania amazonensis: its efficacy for the continuous in vitro growth and differentiation of infective promastigote forms. Parasitol Res 2010; 106(5): 1249-52.

Muniaraj M, Lal CS, Kumar S, Sinha PK, Das P. Milk of cow (Bos taurus), buffalo (Bubalus bubalis), and goat (Capra hircus): a better alternative than fetal bovine serum in media for primary isolation, in vitro cultivation, and maintenance of Leishmania donovani promasti-gotes. J Clin Microbiol 2007; 45(4): 1353-6.

Javadian E, Nadim A, Tahvildare-Bidruni G, Assefi V. Epidemiology of cutaneous leishmaniasis in Iran: B. Khorassan Part V: Report on a focus of zoonotic cutaneous leishmaniasis in Esferayen. Bull Soc Pathol Exot Filiales 1976; 69(2): 140-3.

Visvesvara GS, Garcia LS. Culture of protozoan parasites. Clin Microbiol Rev 2002; 15(3): 327-8.

Allahverdiyev AM, Uzun S, Bagirova M, Durdu M, Memisoglu HR. A sensitive new microculture method for diagnosis of cutaneous leishmaniasis. Am J Trop Med Hyg 2004; 70(3): 294-7.

Singh S, Mohapatra DP, Sivakumar R. Successful replacement of fetal calf serum with human urine for in vitro culture of Leishmania donovani. J Commun Dis 2000; 32(4): 289-94.

Iqbal J, Jamshid M, Ahmed B, Bukhari I, Bashir S, Yasinzai MM. Some studies on human urine as promoter for the growth of leishmania in vitro. Pak J Pharm Sci 2006; 19(2): 152-5.

Shamsuzzaman SM, Furuya M, Korenaga M, Imamura K, Hashiguchi Y. Use of urine samples from healthy humans, nephritis patients or other animals as an alternative to foetal calf serum in the culture of Leishmania (L.) donovani in vitro. Ann Trop Med Parasitol 1999; 93(6): 613-20.

Limoncu ME, Ozbilgin A, Balcioglu IC, Ozbel Y. Evaluation of three new culture media for the cultivation and isolation of Leishmania parasites. J Basic Microbiol 2004; 44(3): 197-202.




Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0

This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 Unported License which allows users to read, copy, distribute and make derivative works for non-commercial purposes from the material, as long as the author of the original work is cited properly.