دوره 37، شماره 552: هفته چهارم دی ماه 1398:1280-1285

بررسی توان تشکیل بیوفیلم و تعیین الگوی مقاومت آنتی‌بیوتیکی در استرین‌های اسینتوباکتر بومانی جدا شده از بیماران با عفونت زخم سوختگی

الهام حقیقی فر , بهرام نصراصفهانی , حسین فاضلی

DOI: 10.22122/jims.v37i552.12561

چکیده


مقدمه: Acinetobacter baumannii، یک پاتوژن فرصت‌طلب با مقاومت آنتی‌بیوتیکی بالا و قابلیت تولید بیوفیلم در بیماران زخم سوختگی است. مطالعه‌ی حاضر، با هدف تعیین الگوی مقاومت آنتی‌بیوتیکی و فراوانی سویه‌های مقاوم به چند دارو و ارزیابی توان تشکیل بیوفیلم در ایزوله‌های زخم سوختگی انجام شد.

روش‌ها: تعداد 117 ایزوله‌ی Acinetobacter baumannii از بیماران سوختگی شهر اصفهان جمع‌آوری شد. برای شناسایی ایزوله‌ی Acinetobacter baumannii، از روش‌های بیوشیمیایی و ژنتیک استفاده شد. حساسیت آنتی‌بیوتیکی به روش دیسک دیفیوژن بررسی شد و بر اساس استانداردهای Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) تفسیر گردید. قدرت تشکیل بیوفیلم به روش Microtiter plate assay مورد سنجش قرار گرفت.

یافته‌ها: از 117 ایزوله‌ی بالینی Acinetobacter baumannii، 114 مورد (49/97 درصد) ایزوله‌ی مقاوم چند دارویی (Multidrug resistance یا MDR) بودند. بیشترین مقاومت مربوط به سفتازیدیم (14/99 درصد) و سیپروفلوکساسین (01/94 درصد) بود. 19/81 درصد ایزوله‌ها، قادر به تشکیل بیوفیلم بودند. 7/1 درصد بیوفیلم قوی، 73/42 درصد بیوفیلم متوسط و 75/36 درصد بیوفیلم ضعیف داشتند و 80/18 درصد فاقد توان تشکیل بیوفیلم بودند.

نتیجه‌گیری: فراوانی بالای Acinetobacter baumannii در بیماران سوختگی و ارتباط معنی‌دار بین تشکیل بیوفیلم و مقاومت به آنتی‌بیوتیک‌های مختلف در میان ایزوله‌های سوختگی نشان می‌دهد که مقاومت آنتی‌بیوتیکی به سرعت رو به افزایش است و به زودی بسیاری از آنتی‌بیوتیک‌های قابل استفاده به داروهایی ناکارآمد برای درمان بیماران تبدیل خواهند شد. بنابراین، بیماران نیازمند روش‌هایی غیر از درمان آنتی‌بیوتیکی خواهند بود.


واژگان کلیدی


مقاومت آنتی‌بیوتیکی؛ بیوفیلم؛ عفونت زخم سوختگی؛ Acinetobacter baumannii

تمام متن:

PDF

مراجع


Hosseini RS, Askarian M, Assadian O. Epidemiology of hospitalized female burns patients in a burn centre in Shiraz. East Mediterr Health J 2007; 13(1): 113-8.

Peck MD. Epidemiology of burns throughout the world. Part I: Distribution and risk factors. Burns 2011; 37(7): 1087-100.

Bang RL, Gang RK, Sanyal SC, Mokaddas E, Ebrahim MK. Burn septicaemia: An analysis of 79 patients. Burns 1998; 24(4): 354-61.

Zubair M, Malik A, Ahmad J, Rizvi M, Farooqui K, Rizvi M. A study of biofilm production by gram-negative organisms isolated from diabetic foot ulcer patients. Biology and Medicine 2011; 3(2): 147-57.

Tsukayama DT, van Loon HJ, Cartwright C, Chmielewski B, Fluit AC, van der Werken C, et al. The evolution of Pseudomonas aeruginosa during antibiotic rotation in a medical intensive care unit: the RADAR-trial. Int J Antimicrob Agents 2004; 24(4): 339-45.

Mirsalehian A, Feizabadi M, Akbari Nakhjavani F, Jabal Ameli F. Prevalence of extended spectrum beta lactamases among strains of Pseudomonas aeruginosa isolated from burn patients. Tehran Univ Med J 2008; 66(5): 333-7. [In Persian].

Shahi SK, Kumar A. Isolation and genetic analysis of multidrug resistant bacteria from diabetic foot ulcers. Front Microbiol 2015; 6: 1464.

Harrison JJ, Ceri H, Turner RJ. Multimetal resistance and tolerance in microbial biofilms. Nat Rev Microbiol 2007; 5(12): 928-38.

Wolcott RD, Rhoads DD, Dowd SE. Biofilms and chronic wound inflammation. J Wound Care 2008; 17(8): 333-41.

Gilbert P, Maira-Litran T, McBain AJ, Rickard AH, Whyte FW. The physiology and collective recalcitrance of microbial biofilm communities. Adv Microb Physiol 2002; 46: 202-56.

Asati S, Chaudhary U. Prevalence of biofilm producing aerobic bacterial isolates in burn wound infections at a tertiary care hospital in northern India. Ann Burns Fire Disasters 2017; 30(1): 39-42.

Clinical and Laboratory Standard Institute. Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing. CLSI document M100-S21. Wayne, PA: CLSI; 2011.

Safari M, Mozaffari Nejad AS, Bahador A, Jafari R, Alikhani MY. Prevalence of ESBL and MBL encoding genes in Acinetobacter baumannii strains isolated from patients of intensive care units (ICU). Saudi J Biol Sci 2015; 22(4): 424-9.

Sohail M, Rashid A, Aslam B, Waseem M, Shahid M, Akram M, et al. Antimicrobial susceptibility of Acinetobacter clinical isolates and emerging antibiogram trends for nosocomial infection management. Rev Soc Bras Med Trop 2016; 49(3): 300-4.

Cevahir N, Demir M, Kaleli I, Gurbuz M, Tikvesli S. Evaluation of biofilm production, gelatinase activity, and mannose-resistant hemagglutination in Acinetobacter baumannii strains. J Microbiol Immunol Infect 2008; 41(6): 513-8.

Guerrero DM, Perez F, Conger NG, Solomkin JS, Adams MD, Rather PN, et al. Acinetobacter baumannii-associated skin and soft tissue infections: recognizing a broadening spectrum of disease. Surg Infect (Larchmt) 2010; 11(1): 49-57.

Jafari R, Karbasizade V, Moghim S. Frequency and resistance patterns of bacterial isolates from burn wounds infections in Isfahan, Iran. J Isfahan Med Sch 2013; 31(246): 1134-40. [In Persian].

Deylam SM, Ferdosi-Shahandashti E, Yahyapour Y, Khafri S, Pournajaf A, Rajabnia R. Integron-mediated antibiotic resistance in Acinetobacter baumannii Isolated from intensive care unit patients, Babol, North of Iran. Biomed Res Int 2017; 2017: 7157923.

Babapour E, Haddadi A, Mirnejad R, Angaji SA, Amirmozafari N. Biofilm formation in clinical isolates of nosocomial Acinetobacter baumannii and its relationship with multidrug resistance. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine 2016; 6(6): 528-33.

Ramakrishnan M, Putli BS, Babu M. Study on biofilm formation in burn wound infection in a pediatric hospital in Chennai, India. Ann Burns Fire Disasters 2016; 29(4): 276-80.




Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0

This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 Unported License which allows users to read, copy, distribute and make derivative works for non-commercial purposes from the material, as long as the author of the original work is cited properly.